细胞划痕｜这一步没做对，数据全白费

在生物医学研究中，我们经常关心一个问题：癌细胞有多“坏”？ 或者说，一种药物能不能阻止癌细胞扩散？这时候，一个简单又经典的实验就登场了——细胞划痕实验。

这个实验模拟的是伤口愈合的过程。我们在长满细胞的培养皿里“划”出一道空白区域，然后观察周围的细胞是如何像先锋队一样，向空白区域“迁移”过去的。

今天，我就带大家拆解这个实验的全流程，以及那些年我们踩过的坑。

一、实验原理

划痕实验的核心逻辑很简单

1.  制造空白区：在汇合度（细胞密度）达到100%的单层细胞上，用枪头划出一道“伤痕”。

2.  观察与记录：在显微镜下定时拍照，看细胞是否从伤痕边缘向中间迁移。

3.  计算与分析：比较不同时间点（如0h、12h、24h）空白区域的面积变化，计算细胞的迁移率。

如果你的药物能抑制细胞迁移，那空白区域会愈合得很慢；反之，如果药物促进迁移，伤口会很快“闭合”。

二、实验前的准备工作

划痕实验最大的坑是什么？划出来的痕宽窄不一、边缘不齐。

1. 细胞准备：

状态要在线：一定要用处于对数生长期的细胞。老化的细胞迁移能力弱，实验结果没有说服力。

密度要算准：实验前一天，将细胞接种到6孔板或专用的划痕培养插件中。确保实验当天细胞能长到100%汇合度，形成致密的单层（如图下所示）。

2. 神器辅助：如果你对自己的手抖程度没信心，强烈推荐使用划痕专用插件（Culture Insert）。它是硅胶材质的小格子，种在孔板里，移除插件后留下的空隙宽度绝对一致，简直是强迫症的福音。如果没有插件，就用200μl黄色枪头。

秘诀： 枪头垂直，不要倾斜，用力均匀，快速划过。

三、操作步骤

核心：标记与清洗

1.  划线标记（关键中的关键）：在6孔板背面，用Marker笔画横线，间隔0.51cm一道。

为什么要划线？因为拍照时你需要定位，确保每次拍的都是同一个视野。没有标记，后面的时间点全是白拍。

2.  制造划痕：用高压灭菌的200μl枪头，垂直于孔板和背后的横线，在单层细胞上划一道“伤痕”。

技巧：枪头不要换方向，一次划到底，中间不要停顿或回拉。

3.  温柔的清洗：划痕会产生大量被刮下来的细胞碎片。用PBS（磷酸盐缓冲溶液） 轻轻润洗23次，直到镜下观察看不到漂浮的细胞团块。

注意： 洗的时候枪头对着孔壁打，不要直接冲到底部，以免把贴壁的细胞冲起来。

4.  加药与换液：加入无血清或低血清（<2%） 的培养基。

为什么？因为血清会刺激细胞疯狂增殖，而我们要观察的是迁移，不是增殖。用低血清可以抑制细胞分裂，保证空白区域被填满是因为细胞“走”过去，而不是“生”出来的。

5.  拍照记录（0h）：立即放入显微镜，找到你标记的那个视野拍照。这是你的基准时间点。

四、培养与结果分析

核心：同一视野追踪

1.  定时拍照：将细胞放回培养箱。根据细胞的迁移速度，在6h、12h、24h（或其他时间点）取出，在同一个标记点拍照。

避坑提示： 拍照前镜下观察，如果培养基变黄（变酸），可以换液，但动作要轻。

2.  数据分析：用ImageJ等软件打开图片，测量划痕区域的面积。

计算公式： 迁移率 = （0h面积-24h面积）/ 0h面积 × 100%。

如果加了药物处理组，将处理组的迁移率与对照组比较，就能得出药物是促进还是抑制迁移的结论。

五、一些注意事项

划痕不整齐： 最大的翻车现场！
解决方案：划线时手肘要有支撑点，保证稳定，或者直接用插件。

细胞飘起来了： 清洗时用力过猛，把边缘的细胞冲掉了。
解决方案：洗的时候温柔一点，或者用移液器吸掉旧液，再从孔壁缓缓加入新液。

细胞长太快： 24小时后划痕完全长满，看不出差异。
解决方案：缩短观察时间点，或者进一步降低血清浓度。

找不到视野： 忘记用Marker笔在板底划线。
解决方案：拍照前，一定在板底做好标记（比如在横线交叉点附近拍）。

细胞增殖的干扰： 如果必须用含血清的培养基，或者细胞分裂特别快。
解决方案：建议使用丝裂霉素C预处理细胞，抑制有丝分裂，确保观察到的只是迁移。

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